Frontiers in Plant Science

wprowadzenie

chociaż światło jest siłą napędową fotosyntezy, wysokie światło może powodować znaczną fotoinhibicję fotosyntezy II (PSII) dla liści roślin tworzących Cień (Kitao et al., 2000; Barth et al., 2001; Krause et al., 2004; Huang et al., 2015b,2016B, c). Jednak fotoinhibited PSII szybko odzyskuje siły przy słabym świetle (He and Chow, 2003; Zhang and Scheller, 2004, Allakhverdiev et al., 2005), ze względu na szybką rotację białka D1 (Aro et al., 1993; Zhang and Scheller, 2004; Allakhverdiev et al., 2005). Szybkość naprawy PSII została zmniejszona po hamowaniu syntezy ATP poprzez PSI lub PSII (Allakhverdiev i wsp ., 2005), wskazując, że szybka naprawa fotouszkodzonych kompleksów PSII wymaga dużej ilości ATP w krótkim czasie. Poprzednie badanie wykazało, że po wywołanej chłodzeniem fotoinhibicji PSII, cykliczny przepływ elektronów (CEF)był znacząco stymulowany podczas odzyskiwania przy słabym świetle (Huang et al., 2010). Zaproponowano, że ta stymulacja CEF przy słabym świetle wzmocniła syntezę ATP w celu szybkiej naprawy PSII (Huang et al., 2010). Konieczne jest jednak więcej dowodów w celu wyjaśnienia szczególnej roli stymulacji CEF przy słabym świetle po FOTOINHIBICJI PSII.

podczas CEF elektrony z NADPH lub ferredoksyny są cyklicznie przenoszone wokół PSI do puli plastochinonów. Ten transfer elektronów jest sprzężony z translokacją protonów i generuje gradient protonu przez błony tylakoidowe (ΔpH) (Shikanai i Yamamoto, 2017). Oprócz udziału w syntezie ATP, inną funkcją ΔpH jest obniżanie fotosyntetycznego transportu elektronów poprzez zakwaszanie światła tylakoidu (Shikanai, 2014, 2016). Ta regulacja obejmuje dwa różne mechanizmy: jeden jest związany z rozpraszaniem energii cieplnej i rozprasza nadmiar pochłoniętej energii świetlnej jako ciepło z anten PSII (Takahashi et al., 2009), a drugi jest w dół regulacji aktywności kompleksu Cyt b6/f i kontroluje szybkość transferu elektronów do PSI (Suorsa et al., 2012, 2016; Tikkanen i Aro, 2014). U angiosperms including Arabidopsis thaliana funkcjonują dwa szlaki cyklicznego transportu elektronów (Shikanai, 2007). Pierwszym szlakiem CEF jest szlak zależny od PGR5- / PGRL1 wrażliwy na antymycynę a (Munekage et al., 2002; Sugimoto et al., 2013), a drugi jest zależny od kompleksu dehydrogenazy chloroplastu NADH (NDH) (Burrows et al., 1998; Shikanai et al., 1998). Udział szlaku zależnego od PGR5/PGRL1 jest bardziej znaczący w roślinach C3. W dużym świetle aktywacja zależnego od PGR5/PGRL1 CEF indukuje zakwaszenie światła tylakoidu, a tym samym prowadzi do wysokiego poziomu współczynnika utleniania P700 (Suorsa et al., 2012, 2016; Kono et al., 2014; Yamori et al., 2016). Dla porównania, Współczynnik utleniania P700 przy słabym oświetleniu był w niewielkim stopniu dotknięty niedoborem zależnego od PGR5/PGRL1 CEF(Munekage et al., 2002, 2004; Kono et al., 2014). Przy umiarkowanej fotoinhibicji PSII stymulacji CEF przy słabym świetle towarzyszył wzrost dawki utleniania P700 (Huang et al., 2010). Nie jest jednak jasne, czy ten zwiększony współczynnik utleniania P700 jest spowodowany stymulacją CEF.

oprócz CEF, transfer elektronów z PSII (ETRII) odgrywa ważną rolę w wpływaniu na stan redoks PSI (Tikkanen et al., 2014; Huang et al., 2016a, c; Suorsa et al., 2016). W roślinach pgr5 A. thaliana, ciężka fotoinhibicja PSII może funkcjonować jako ostateczna kontrola fotosyntetycznego transferu elektronów, umożliwiając utrzymanie P700 optymalnie utlenionego pod nadmiarem światła (Tikkanen et al., 2014). Ostatnio, Suorsa et al. (2016) wskazał, że rośliny pgr5 wykazywały wysoki współczynnik utleniania P700 w wysokim świetle, gdy etrii został zmniejszony przez połączenie mutacji knockout w psbo1, PsbP2, PsbQ1, PsbQ2 i psbr loci. W schłodzonych liściach tytoniu, umiarkowana FOTOINHIBICJA PSII obniżyła przepływ elektronów do PSI, a następnie zwiększyła współczynnik utleniania P700 podczas dalszych zabiegów chłodzenia (Huang et al., 2016a). Ponadto, wywołana chłodzeniem fotoinhibicja PSII doprowadziła do obniżenia etrii, któremu towarzyszyło zwiększenie współczynnika utleniania P700 przy słabym świetle (Huang et al., 2010). Zakładamy, że współczynnik utleniania P700 przy słabym świetle jest kontrolowany głównie przez przepływ elektronów z PSII.

w naszym poprzednim raporcie zauważyliśmy, że cień zakład Panax notoginseng wykazały selektywną fotoinhibicję PSII pod wpływem stresu świetlnego. Po krótkotrwałym narażeniu na stres świetlny ETRII przy słabym oświetleniu znacznie się zmniejszył, ale CEF był znacznie stymulowany. Jednocześnie Współczynnik utleniania P700 znacznie wzrósł. Naszymi szczegółowymi celami było (1) zbadanie, czy stymulacja CEF przy słabym świetle głównie ułatwia syntezę ATP; i (2) określić, czy wzrost współczynnika utleniania P700 przy umiarkowanej fotoinhibicji PSII jest bardziej związany z ETRII niż stymulacją CEF lub zmianą pmf. Aby rozwiązać te pytania, nietknięte liście Panax notoginseng były traktowane w 2258 µmol fotonów m-2 s-1 przez 30 minut. Przed i po obróbce przy wysokim świetle oznaczono rozkład energii w PSII, stan redoks PSI i siłę napędową protonu (pmf) przy słabym świetle 54 µmol fotonów m-2 s-1.

materiały i metody

materiały roślinne i warunki wzrostu

w niniejszym badaniu do eksperymentów wykorzystano dwuletnie rośliny Panax notoginseng (Burkill) FH Chen ex C. Chow i wg Huang. Rośliny te były uprawiane w warunkach światła 10% nasłonecznienia (przy maksymalnym natężeniu światła w środku dnia około 200 µmol fotonów m-2 s-1). W przypadku tych roślin nie stwierdzono stresu związanego z wodą i odżywianiem. Do pomiarów fotosyntetycznych wykorzystano 9-tygodniowe w pełni rozszerzone liście.

pomiary PSI i PSII

Fotosystem I i parametry PSII były mierzone w temperaturze 25°C przez jednoczesne rejestrowanie przy użyciu podwójnego systemu pomiarowego Pam-100 (Heinz Walz GmbH, Effeltrich, Niemcy). Parametry fluorescencji chlorofilu obliczono w następujący sposób: Fv/Fm = (Fm – Fo)/Fm, Y(II) = (Fm’ – Fs)/Fm’ (Genty et al., 1989), NPQ = (Fm – Fm’)/Fm’. Fo i Fm są minimalną i maksymalną fluorescencją po ciemnej aklimatyzacji. Fs to przystosowana do światła fluorescencja w stanie stacjonarnym. Fo i Fm oznaczano po ciemnej aklimatyzacji przez 30 minut przed i po leczeniu wysokim światłem. Parametry fotosyntetyczne PSI zostały zmierzone za pomocą podwójnego PAM-100 na podstawie sygnału P700 (różnica intensywności światła pomiarowego modulowanego impulsem 830 i 875 nm docierającego do fotodetektora) (Klughammer i Schreiber, 2008). Sygnały P700+ (P) mogą się różnić między minimalnym (P700 w pełni zredukowany) a maksymalnym poziomem (P700 w pełni utleniony). Maksymalny poziom (Pm) oznaczono za pomocą impulsu nasycenia (600 ms i 10000 µmol fotonów m-2 s-1) po wstępnym oświetleniu światłem dalekiej czerwieni, a Pm wykorzystano do oszacowania aktywności PSI. Pm ’ oznaczono podobnie do Pm, ale ze światłem aktynicznym zamiast dalekiej Czerwieni. Wydajność kwantową PSI obliczono jako Y (i) = (Pm’- P)/Pm. Współczynnik utleniania P700 w danym świetle aktynowym obliczono jako Y (ND) = P/Pm. Wydajność kwantową NIEFOTOCHEMICZNEGO rozpraszania energii psi z powodu ograniczenia po stronie akceptora obliczono jako Y (NA) = (Pm – Pm’)/Pm. Wartości stanu stacjonarnego dla Y (II), NPQ, Y(I) I Y(ND) mierzono po aklimatyzacji światła przy słabym świetle przez 20 minut.

Fotosyntetyczny przepływ elektronów przez PSI i PSII obliczono jako: ETRII = Y (II) ×PPFD ×0,84 ×0,5 (Krall and Edwards, 1992), ETRI = Y (i) ×PPFD×0,84 ×0,5 (Yamori et al., 2011), gdzie przyjmuje się, że 0,5 jest proporcją pochłanianego światła docierającego do PSI lub PSII, a 0,84 przyjmuje się jako absorptancję (ułamek padającego światła pochłoniętego przez liście). Stopień aktywacji CEF oszacowano jako stosunek ETRI/ETRII (Yamori et al., 2011, 2015). Należy zauważyć, że podział wzbudzenia 1: 1 między PSI i PSII może nie być rzeczywisty, ponieważ rośliny cienia mają tendencję do zwiększania stosunku PSII/PSI (Lunde et al., 2003; Tikkanen et al., 2006; Grieco et al., 2012). Ponadto w tym badaniu parametry PSI i PSII były mierzone przy użyciu czerwonego światła aktynicznego (635 nm) dostarczonego przez Dual-PAM 100 (Walz, Niemcy). Ponieważ czerwone światło aktyniczne sprzyja wzbudzeniu PSII w porównaniu z PSI, rozkład energii wzbudzenia z LHCII do PSII i PSI może mieć wpływ na czerwone światło aktyniczne (Tikkanen et al., 2017).

Elektrochromowa Analiza przesunięć

sygnał ECS był monitorowany jako zmiana absorbancji przy 515 nm przy użyciu modułu Dual-Pam-100 (Walz, Effeltrich, Niemcy) wyposażonego w moduł emiter-detektor P515 / 535 (Walz). Sygnał ECS uzyskano po 20 minutach oświetlenia przy 54 µmol fotonów m-2 s-1, następnie zmierzono rozpad ECS przez wyłączenie światła aktynowego na 30 s. analizę kinetyki relaksacji ECS ciemnych interwałów (DIRKECS) przeprowadzono metodą Sackstedera i in. (2001) oraz Takizawa et al. (2008). Całkowity pmf oszacowano na podstawie całkowitej amplitudy szybkiego rozpadu sygnału ECS w ciągu 300 ms ciemnego interwału. Powolna relaksacja sygnału ECS umożliwiła rozpoznanie udziału gradientu protonu w błonach tylakoidów (ΔpH). Stała czasowa relaksacji ECS pierwszego rzędu (tECS)jest odwrotnie proporcjonalna do przewodności protonowej (gH+) błony tylakoidowej przez syntazę ATP (Sacksteder i Kramer, 2000; Cruz et al., 2005). W rezultacie GH+ oszacowano jako odwrotność stałej czasowej rozpadu .

zabiegi Fotoinhibicyjne

po ciemnej aklimatyzacji przez 30 minut zmierzono Fv/Fm i Pm w nienaruszonych liściach. Następnie te nienaruszone liście zostały zaadaptowane na światło przy 59 µmol fotonów m-2 s-1 przez 20 minut i zarejestrowano parametry fluorescencji chlorofilu, sygnał P700 i sygnał ECS. Następnie światło aktyniczne zostało zmienione na 2258 µmol fotonów m-2 s-1. Po ekspozycji na to wysokie światło przez 30 minut, światło aktyniczne natychmiast zmieniono na 59 µmol fotonów m-2 s-1, A parametry fotosyntetyczne zarejestrowano po aklimatyzacji światła przez 20 minut. Ostatecznie zmierzono Fv / Fm i Pm po ciemnej aklimatyzacji przez 30 min.

Analiza statystyczna

wyniki były wyświetlane jako średnie wartości pięciu niezależnych eksperymentów. Zastosowano niezależny test T na poziomie istotności α = 0,05 w celu ustalenia, czy istnieją znaczące różnice między różnymi metodami leczenia. Wszystkie analizy statystyczne przeprowadzono przy użyciu SPSS 16.0.

wyniki

podczas indukcji fotosyntetycznej przy 59 µmol fotonów m-2 s-1, ETRII stopniowo zwiększał się i osiągał stan równowagi po około 18 minutach (Fig. Dla porównania ETRI był stały w tej fazie indukcji (Fig. 1a). Po wystąpieniu tego słabego światła ETRI był znacznie wyższy niż ETRII. Jednak po 20-minutowej indukcji fotosyntetycznej ETRI był niższy niż ETRII. Wyniki te sugerowały aktywację CEF w początkowej fazie indukcji, zgodnie z wcześniejszymi badaniami (Joliot and Joliot, 2002, 2005; Makino et al., 2002). Po tej indukcji fotosyntetycznej przy słabym oświetleniu liście były oświetlane przy wysokim świetle 2258 µmol fotonów m-2 s-1 przez 30 min. Co ciekawe, ETRII stopniowo zmniejszał się podczas leczenia przy wysokim świetle (rycina 1B). W międzyczasie wartość ETRI była wyższa niż ETRII (rysunek 1B), co wskazuje na aktywację CEF w dużym świetle. Po tej obróbce przy wysokim oświetleniu maksymalny fotoutlenialny P700 (Pm) został utrzymany na stabilnym poziomie (Fig.2A). Dla porównania, maksymalna intensywność fluorescencji (Fm) zmniejszyła się o 40%, a maksymalna wydajność kwantowa PSII (Fv/Fm) zmniejszyła się z 0,80 do 0,65 (Fig.2b, C). Wyniki te wskazywały na selektywną fotoinhibicję PSII w liściach notoginseng Panax pod wpływem stresu świetlnego.