Médecine expérimentale et thérapeutique

Introduction

L’asthme bronchique est une maladie inflammatoire chronique des voies respiratoires impliquant de nombreuses cellules et médiateurs inflammatoires. Les lymphocytes T, en particulier T helper (Th)1 et Th2. jouer un rôle crucial dans l’induction de l’inflammation des voies respiratoires chez les patients asthmatiques (1). Des réponses immunitaires compliquées sont capables d’induire une carence en Th1 et une hyperactivité Th2, ce qui entraîne un déséquilibre Th1 / Th2. Ce déséquilibre favorise la sécrétion d’immunoglobulines (Ig) et sensibilise les mastocytes et les éosinophiles via la sécrétion de cytokines altérées et provoque une inflammation allergique et une hypersensibilité des voies respiratoires (2,3).L’interféron (IFN) – γ et l’interleukine (IL)-4 sont des cytokines typiques de TH1 et de Th2, respectivement.

Chez les patients asthmatiques, l’inflammation persistante des voies respiratoires est initiée par les cellules présentatrices d’antigènes (APC), qui intègrent divers allergènes en un signal pour les lymphocytes T et amorcent les réponses immunitaires subséquentes (4,5).L’activation des lymphocytes T nécessite des signaux qui sont initiés via le complexe CR et le cluster de différenciation (CD) 28. Les cellules dendritiques matures (MDCS) expriment des niveaux élevés de molécules co-stimulatrices CD80 et CD86, qui fournissent le signal requis pour l’activation, l’expansion et la différenciation des lymphocytes T par une interaction avec CD28 (6). Des études antérieures ont démontré que les taux de CD80 et de CD86 sont élevés chez les patients hospitalisés asthmatiques (7,8).

Dans des études antérieures portant sur des modèles asthmatiques, il a été démontré que les MC induisaient la polarisation Th2, la régulation à la hausse de la sécrétion d’IL-4, la régulation à la baisse de la production d’IFN-γ et l’inflammation éosinophile (9,10). Cependant, les études portant sur les effets de la suppression des CD80 et CD86 dans les CD sur la différenciation et la sécrétion de cytokines par les cellules auxiliaires T dans les modèles d’asthme urineux font défaut.

Dans la présente étude, les signaux de co-stimulation de l’activation de la cellule T ont été bloqués par la suppression de l’expression des molécules CD80 et CD86 sur les CD à l’aide de petits ARN interférents (ARNSI), et les effets du knockdown CD80 et CD86 sur les niveaux d’expression des cytokines typiques Th1/Th2 IFN-γ et IL-4 ont été évalués. Ainsi, le potentiel des CD80 et CD86 en tant que cibles pour l’application de l’interférence de l’ARN (ARNi) dans le ciblage thérapeutique de l’asthme a été étudié.

Matériaux et méthodes

Animaux

Un total de 20 souris gradeBALB/c saines exemptes de pathogènes spécifiques (6-8 semaines; poids moyen, 18±2 g) ont été achetés àle Centre des animaux de laboratoire de l’Université Sun Yat-Sen (Guangzhou, Chine). Les expériences ont été réalisées selonprotocols approuvés par le Comité d’études sur les animaux de l’Université Sun Yat-Sen.

Modèles d’asthme

Un total de 20 souris ont été assignées au hasard à deux groupes : i) le groupe asthmatique et ii) le groupe témoin normal group.In le groupe asthmatique, chaque souris a été sensibilisée à l’ovalbumine (OVA; Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA) par voie intrapéritonéale les jours1, 14 et 21 avec 100 µg d’OVULES émulsionnés dans 20 mg d’alun (Guangzhou Chemical Reagent Co., Guangzhou, Chine). Par la suite, les souris ont été exposées à un défi aérosol de 5% d’OVULES pendant 30min / jour dans des récipients hermétiques (de dimensions 50×50×50 cm) les jours 28-34. Dans le groupe témoin normal, les souris ont été sensibilisées etallengées comme ci-dessus avec une quantité équivalente de solution saline au lieu de la solution de protéines OVALES. À 24 h après le dernier défi, les souris ont été sacrifiées par une procédure de luxation cervicale approuvée menée par un personnel qualifié et entièrement formé. Les Thelungs ont été retirés puis fixés dans de l’éthanol à 10% pendant 24 h. Les échantillons ont été déshydratés, noyés dans de la paraffine et colorés à l’hématoxyline et à l’éosine comme décrit précédemment (11). Les changements pathologiques dans les tissus bronchiques etlongus ont été évalués sous un microscope Nikon Eclipse Ti (Nikon Corporation, Tokyo, Japon).

Séparation des cellules dérivées de la moelle osseuse

Toutes les souris ont été sacrifiées par luxation cervicale 24h après le défi final. La moelle osseuse a été rincée des femelles et des tibias avec le milieu de culture RPMI-1640 (Gibco; ThermoFisher Scientific, Inc., Waltham, MA, États-Unis). Après la centrifugation à 250 × g pendant 5 min, les cellules ont été traitées avec un tampon de lyse à cellules sanguines rouges (RBC) (CWBio Co., Ltd., Beijing, Chine), lavée avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS), centrifugée à 250 × g pendant 5 min et cultivée en RPMI-1640 additionnée de facteur de stimulation des colonies de macrophages de granulocytes de souris recombinantes (rmGM-CSF; Peprotech, Inc., Rocky Hill, New Jersey, États-Unis; 10 ng / ml) et rmIL-4 (Peprotech; 10 ng / ml) ont été utilisés à leur tour. Après 6 jours de culture, 1 µg / ml de lipopolysaccharide (LPS; Sigma-Aldrich) a été ajouté, et les MDC non adhérents ont été récoltés au jour 7. Les CD ont été colorés à 4 ° C ou 30 min avec de l’isothiocyanate de fluorescéine (FITC) – conjugué anti-CD11c (5 µg/ml; 11-0114), de la phycoérythrine (PE) – conjuguée anti-CD80 pour hamster (5 µg/ml; 12-0801), de l’anti-CD86 pour rat conjugué au FITC (5 µg/ml; 11-0862) et de l’anti-rat conjugué au PE complexe majeur d’histocompatibilité (CMH) II (5 µg/ml; 12-5322; alleBioscience, Inc., San Diego, CA, USA) d’anticorps monoclonaux, et ont ensuite été analysés par cytométrie en flux (BD FACSVerse; BDBiosciences, Franklin Lakes, NJ, USA) afin de déterminer le taux d’expression positif de l’expression de l’antigène marqué.

ARNsi et transfection

Les séquences d’ARNsi spécifiques (Tableau I) ciblant CD80 et CD86 ont été conçues et sélectionnées selon les méthodes de Gu et al (12). Tous les siRNA ont été achetés Àshanghai GenePharma Co., Ltd. (Shanghai, Chine). L’étape de transfection a été réalisée selon le protocole du fabricant pour la lipofectamine 2000 (Invitrogen; Thermo Fisher Scientific, Inc.).Brièvement, les CD ont été cultivés dans une plaque de culture tissulaire à 24 puits à une densité de 1×105 cellules / puits le jour précédant la transfection. Toppréparer des complexes lipidiques-ARNsi, 3 µl de Lipofectamine 2000 ont été incubés dans 50 µl d’Opti-MEM (Gibco; Thermo Fisher Scientific, Inc.) à température ambiante pendant 5 min, et 12 µl de l’ARNsi indiqué étaient actuellement combinés à 50 µl d’Opti-MEM. La lipofectamine 2000 diluée et le siRNA ont ensuite été mélangés et incubés pendant 20 minutes supplémentaires à température ambiante pour la formation de complexes.Par la suite, le complexe a été incubé avec le DCs dans une plaque de 24 puits à 37 ° C dans une atmosphère d’air humidifiée à 5% de CO2 pendant 6 h. Lors de la cotransfection, des quantités équivalentes d’ARNSI CD80: Lipofectamine 2000 et d’ARNsi CD86: Lipofectamine 2000 ont été ajoutées à chaque puits. FAM-brouillé-siRNA a été utilisé commele contrôle négatif afin de déterminer l’efficacité de la transfection. Trois groupes de CD transfectés ont été établis : Dans le groupe non-siRNA, seule la lipofectamine 2000 a été ajoutée, sans qu’aucun ARN n’ait été ajouté au CD. Dans le groupe des siRNA, les mDCs ont été transfectés par des siRNA spécifiques aux CD80 et CD86. Dans le groupe des ARN négatifs, les MDC ont été transfectés par des ARNFAM-siRNA non ciblés non spécifiques, qui n’ont pas d’homologie avec les ARN ciblés.Des expériences ont été réalisées en trois exemplaires pour chaque échantillon.L’efficacité de la transfection a été déterminée par microscopie à fluorescence (Nikon Eclipse Ti, Nikon Corporation) et détectée par cytométrie par flux.

Transcription inverse -quantitative réaction en chaîne de la polymérase (RT-qPCR)

Pour évaluer les niveaux d’expression de l’ARNm CD80 et CD86 à la suite de la transfection, la RT-qPCR a été réalisée. Les séquences d’amorces (Tableau II) ont été conçues selon GenBank et synthétisées par DaAn Gene Co., Ltd. de l’Université Sun Yat-Sen (Guangzhou, Chine). 24 h après la transfection, l’ARNT total de 1×106 DCs a été extrait à l’aide du réactif TRIzol (Invitrogen; Thermo Fisher Scientific, Inc.) et transcrites et amplifiées à l’aide du kit RT-PCR QuantiTect SYBR Green (Qiagen GmbH, Hilden, Allemagne) dans un LightCycler 480 de Roche (Roche Diagnostics, Bâle, Suisse). Les amplifications ont été réalisées selon le protocole du fabricant pour le kit RT-PCRkit QuantiTect SYBR Green (Takala, Japon). Les conditions d’amplification étaient de 40 cycles de 93 °C pendant 3 min, 93 °C pendant 30 s, 55 °C pendant 45 s et 72 °C pendant 45 s. Chaque échantillon a été administré à chacun des trois puits. Relativegene expression levels were calculated using the quantificationcycle (Cq) method with normalization to glyceraldehyde-3-phosphatedehydrogenase (GAPDH) as the reference gene using 2−∆∆Cq(13).

Cytométrie en flux

Pour détecter les taux d’expression positifs de CD80 ETCD86 sur les CD après transfection, la cytométrie en flux a été effectuée sur la porte CMH II /CD11c pour CD80 et CD86 . Six heures après la transfection, les CD ont été lavés deux fois avec du PBS et incubés avec un anticorps marqué par fluorescence à 4 ° C pendant 30 min.Par la suite, les cellules ont été lavées à nouveau avec du PBS et fixées avec 10 g /l de paraformaldéhyde. Les anticorps monoclonaux anti-souris suivants ont été utilisés: PE-anti-MHC II, FITC-anti-CD11c, PE-anti-CD80 et FITC-anti-CD86, comme mentionné ci-dessus. Toutes les analyses flowcytométriques ont été effectuées à l’aide de contrôles isotypiques IgG.

Séparation des lymphocytes T

Les spléens ont été enlevés après que les souris aient étéeuthanisées par luxation cervicale. Les cellules T ont été séparées à l’aide d’un Milieu de Séparation des lymphocytes de la maison selon le protocol du fabricant (Dakewe Biotech Co., Ltd., China). La densité cellulaire a été ajustée à 1×109/l avant un traitement ultérieur.

Réaction lymphocytaire mixte (MLR)

Les CD dérivés de la moelle osseuse murine asthmatique (1×104/puits) et les lymphocytes T sains (1×105/puits) ont été co-cultivés dans des plaques à 96 puits à un rapport de 1:10. Les systèmes de co-culture ont été divisés en trois groupes: i) Le groupe non-siRNA, ii) le groupe siRNA, et iii) le groupe siRNA négatif, avec des CD des groupes correspondants tels que décrits ci-dessus. Ensuite, des OVULES ont été ajoutés à chaque puits à une concentration finale de 10 mg / l dans un volume total de 200 µl. Les cellules ont été incubées à 37°C dans une atmosphère aérienne de CO2 humidifiée à 5% pendant 72 h.

Tests immuno-enzymatiques (ELISA)

Après 3 jours de co-culture, le surnageant a été collecté. Les taux d’IFN-γ et d’IL-4 ont été analysés à l’aide de kits ELISA spécifiques à l’IFN-γ et à l’IL-4 (Dakewe Biotech Co., Ltd.) selon les instructions du fabricant. Les valeurs d’absorbance ont été lues à 450 nm à l’aide d’un Multiskan MK3 (Thermo Fisher Scientific, Inc.).

Analyse statistique

Des analyses statistiques ont été effectuées avec le logiciel SPSSS, version 13.0 (SPSS, Inc., Chicago, IL, États-Unis). Les données sont présentées comme la moyenne ± écart type (SD). Les examens ont étéeffectués en trois exemplaires pour chaque souris. Les comparaisons statistiques entre groupes ont été effectuées à l’aide d’une analyse unidirectionnelle de la variance, et les comparaisons au sein d’un groupe ont été effectuées à l’aide du test de Student’st. Les différences entre les groupes ont été considérées statistiquement significatives lorsque P< 0,05.

Résultats

Modèle asthmatique

Les 20 souris BALB/c saines de qualité SPF ont été assignées aux groupes témoins asthmatiques et normaux, avec 10 souris dans chacun. Tous les aliments ont été évalués en dernière analyse sans perte expérimentale d’animaux. Selon la pathologie du tissu pulmonaire, les sections pulmonairesdes souris immunisées contre les OVULES ont montré une inflammation claire des voies respiratoires avec des infiltrats péribronchiolaires et périvasculaires. Ces infiltrats se composaient principalement d’éosinophiles et de lymphocytes, et les sections montraient un épaississement de la muqueuse bronchique et des muscles lisses, une augmentation de la sécrétion de mucus, une excrétion de cellules épithéliales des voies respiratoires, une énose des voies respiratoires et des cellules inflammatoires dispersées dans le testicule pulmonaire. Aucun changement pathologique significatif n’a été observé danssection des jambes du groupe témoin normal. Les données histopathologiques représentatives sont représentées à la Fig.1.

Expression des molécules à la surface des cellules par les SMDC

Les niveaux d’expression de CD11c, CD80 et CD86 sur les surfaces de CDC ont été détectés par tri cellulaire activé par fluorescence (FACS). Les MC du groupe asthmatique ont exprimé le CD11c à un niveau comparable à celui du groupe témoin normal; aucune différence significative n’a été trouvée entre les deux groupes (P> 0,05). Cependant, en comparaison avec le groupe témoin normal, le groupe asthmatique affichait des niveaux d’expression de CD80 et de CD86 significativement plus élevés (P< 0,05; Fig. 2).

Transfection de mDCs

Les constructions siRNA spécifiques à CD80 et CD86 ont été transférées avec succès dans les mDCs. Les MDC transfectées ont été observées au microscope à fluorescence 6 h après la transfection.L’efficacité de transfection des ARNsi détectés par les FACS était d’environ 75% (Fig. 3).

Expression de l’ARNm et de la protéine CD80 et CD86 par les MDC après transfection

Les taux d’expression de l’ARNm et de la protéine CD80 et CD86 dans les MDC transfectés ont été détectés par RT-qPCR et FACSANALYSE à 24 et 72 h, respectivement, après transfection. Les niveaux d’expression de l’ARNm CD80 et CD86 détectés par RT-qPCR indiquent que les niveaux d’expression de l’ARNm CD80 dans les groupes non-ARNi, ARNi et ARNi négatif étaient de 2,09 ±0,46, 0,60 ±0,17 et 2,04±0,93, respectivement, et les niveaux d’expression de l’ARNm CD86 étaient de 3,58 ±0,20, 0,91 ±0,48 et 2,83 ±0,83, respectivement. Les données fournies par FAC indiquent que les taux d’expression positifs de la protéine CD80 dans les groupes thenon-siRNA, siRNA et siRNA négatif étaient de 82,45 ±15,80, 30,79 ±7,07 et 81,83 ±10,07%, respectivement, et les taux d’expression positifs de la protéine CD86 étaient de 89,45 ±10,22, 27,29 ±6,99 et 87,66 ±11.74%, respectivement. Le niveau d’expression de l’ARNm et les taux d’expression des protéines ont donné des résultats comparables. Il n’y avait pas de signification significative entre le groupe non-siRNA et le groupe siRNA négatif (P> 0,05). L’expression de CD80 et CD86 aux niveaux d’ARNr et de protéines dans le groupe ARNsi a diminué de manière significative par rapport à celle des groupes non-ARNsi et ARNsi négatifs (P< 0,05; Fig. 4 et 5). Cela démontre que l’interférence ciblée sur les ARNsi peut supprimer de manière significative les niveaux d’expression des ARNm et des protéines CD80 et CD86.

Sécrétion d’IFN-γ et d’IL-4 par des cellules T co-cultivées avec des mDCs

Après 72 h de co-culture, les taux d’IFN-γ et d’IL-4 dans le surnageant du système de co-culture des mDC et des cellules T ont été détectés par ELISA. L’expression IFN-γ a été significativement augmentée dans le groupe siRNA (132,73 ±25,04 pg/ml), par rapport aux groupes thenon-siRNA et siRNA négatifs (72,56 ±26,30 et 80,21 ±24,42 pg/ml, respectivement; P < 0,05), alors qu’aucune différence significative n’a été détectée entre les groupes non-siRNA et les groupes siRNA négatifs (P > 0.05). Les niveaux d’expression de l’IL-4 ont été significativement diminués dans le groupe siRNA (93,04 ±23,13 pg/ml), par rapport aux groupes non-siRNA et siRNA négatifs (150,69 ±29,50 et 163,19 ±25,36 pg/ml, respectivement; P < 0,05), alors qu’aucune différence significative n’a été détectée entre les groupes non-siRNA et les groupes siRNA négatifs ( P > 0,05; Fig. 6).

Discussion

L’asthme bronchique est une maladie inflammatoire chronique des voies respiratoires impliquant une variété de cellules inflammatoires, y compris les mastocytes, les éosinophiles, les lymphocytes et d’autres composants cellulaires (14-17).Le déséquilibre Th1/Th2 est un facteur clé contribuant à la gravité de l’asthme (18). Les APC, y compris les DCs, les macrophages et les cellules B (19), jouent un rôle crucial dans la stimulation des cellules T (3). Parmi ceux-ci, le DC est le plus puissantAPC, contribuant aux réponses immunitaires primaires et secondaires, y compris l’immunité allergique. Les CD matures (mDCs) avec des niveaux élevés d’expression des molécules co-stimulantes CD80 et CD86 peuvent activer les lymphocytes T, tandis que les cellules dendritiques immatures (iDCs) avec un faible niveau d’expression des CD80 et CD86 suppriment la réponse des lymphocytes T et induisent une tolérance immunitaire (20,21). Il a été démontré que les patients asthmatiques atteints de DCsin étaient hyperactifs (22).

CD80 et CD86 sont deux types de protéines qui sont exprimées à la surface de l’APC et qui fonctionnent en tandem pour fournir des signaux de stimulation nécessaires à l’activation et à la survie des lymphocytes T. Des études antérieures ont montré que les niveaux d’expression des molécules co-stimulatrices CD80 et CD86 à la surface du mDC sont étroitement associés à la réaction des cellules Th2 et à l’inflammation des voies respiratoires (23,24). Chez les patients asthmatiques, les MC exprimant fortement CD80 et CD86 peuvent stimuler l’activation naïve des lymphocytes T auxiliaires CD4+ pour se différencier des cellules Th2, entraînant un déséquilibre Th1 / Th2. Par la suite, la sécrétion inadéquate de cytokines Th1 telles que l’IFN-γ, ainsi que la sécrétion accrue de cytokines Th2 telles que l’IL-4 et l’IL-5, provoquent une inflammation des voies respiratoires allergique (10,24,25). Deuxsignaux sont nécessaires pour la promotion de l’activation des cellules Th2 (26-28). Le premier signal est la formation de complexes antigène-CMH sur la surface mDC qui se lient spécifiquement avec le complexe récepteur des lymphocytes T-récepteur CD3 sur les surfaces des lymphocytes T, et le second signal est l’expression de molécules co-stimulatrices et l’activation fonctionnelle sur les surfaces mDC qui se lient spécifiquement à des récepteurs sur des lymphocytes T naïfs; les deux signaux forment une voie co-stimulatrice (29). Il a également été suggéré qu’il existe un troisième signal (30), car certaines molécules cellulaires produites par les DCs, telles que la lymphopoïétine stromale thymique (TSLP), affectent la direction de la différenciation des cellules Th. Cependant, parmi tous les signaux susmentionnés, la voie de co-stimulation CD80 / CD86-CD28 est la plus classique et la plus importante. Des recherches antérieures ont indiqué que la voie de co-stimulation CD80 / CD86-CD28 peut être un objectif efficace pour le traitement de l’asthme en démontrant que le blocage de la voie de co-stimulation CD80 / CD86 par des approches d’anticorps monoclonaux peut inhiber l’inflammation chez les souris asthmatiques (25). En outre, la suppression de la voie de co-stimulation CD80/CD86 à l’aide d’oligonucléotides antisens peut stimuler l’hyperactivité des voies respiratoires (31).

L’ARNi est un phénomène de silençage génique par lequel les ARN double brin spécifiques endogènes ou exogènes déclenchent la dégradation de l’ARNm homologue et induisent la perte des phénotypes fonctionnels correspondants. Depuis que la technique a été découverte pour la première fois en 1998 par Fire et al (32), la technique a subi de nouveaux développements pour atteindre un degré élevé de spécificité et d’efficacité. L’application thérapeutique de la technologie des ARN est un sujet qui a suscité ces dernières années un intérêt élevé pour la recherche médicale et clinique fondamentale.La capacité de l’ARNi à inhiber l’expression des gènes virulents a été largement utilisée pour traiter diverses maladies (33-35).En outre, un certain nombre d’études ont rapporté que l’ARNi peut être utilisé pour diagnostiquer et traiter l’asthme bronchique (36-39).Darcan-Nicolaisen et al (40) ont découvert que les deux principaux signes d’asthme allergique dans le modèle de souris asthmatique induite par l’asthme, à savoir l’inflammation et l’hyperactivité des voies respiratoires, étaient significativement améliorés par le transducteur de signal et l’activateur du silençage de la transcription 6 (STAT6) dans les cellules épithéliales des voies respiratoires en utilisant l’administration de gouttes nasales siRNA.Moriwaki et al (41) ont démontré que le inhibiteur médié par le siRNA du silençage génique de la signalisation des cytokines 3 (SOCS3) pouvait supprimer la réactivité des voies respiratoires et l’infiltration d’éosinophiles induite par la stimulation allergénique chez les souris asthmatiques. Zheng et al (42) ont constaté que l’application de siRNA était capable d’inhiber l’expression du gène de la protéine kinase tyrosine (TPK) dans les CD de souris asthmatiques, en réprimant la capacité fonctionnelle des CD en tant que cellules présentatrices d’antigènes, inhibant ainsi l’activation et la différenciation de la cellule T. Cependant, les études concernant les effets du knockdown CD80 et CD86 médiés par l’ARNsi dans les CD sur la différenciation des cellules T chez les souris asthmatiques font défaut. Dans la présente étude, l’expression des ARNm et des protéines CD80 et CD86 dans les CD dérivés de l’os murin a été diminuée avec succès avec l’ARNsi ciblant les CD80 et les CD86, ce qui a vérifié l’efficacité de l’ARNi.

Dans la présente étude, on a utilisé un modèle de souris asthmatique établi selon des méthodes précédemment rapportées (43). Les résultats ont indiqué que les MDC obtenus à partir du groupe asthmatique présentaient des niveaux d’expression accrus de CD80 et de CD86, ce qui implique que la capacité de CD80 / CD86 peut être accrue chez les patients asthmatiques. Suite à la transfection des mDCs avec des ARNsi ciblés sur CD80 et CD86, les niveaux d’expression de l’ARNr et les taux d’expression positifs des protéines de CD80 et CD86 ont été significativement diminués, confirmant l’effet inhibiteur de l’approche des ARNsi sur les molécules co-stimulatrices CD80 et CD86 aux niveaux transcriptionnel et traductionnel. Dans le surnageant issu de la co-culture de mDCs et de lymphocytes T, l’ARNi a induit une augmentation de l’expression de l’IFN-γ et une réduction des taux d’ofIL-4, indiquant que la diminution de l’expression des molécules de stimulation CD80 et CD86 dans les mDCs a affaibli la voie de co-stimulation CD80 / CD86-CD28 chez les souris asthmatiques. L’ARNi a également affecté l’expression des cytokines Th1/Th2, indiquant que le déséquilibre initial Th1/ Th2 a été modifié et, par conséquent, une immunétolérance a été induite. Ces résultats indiquent que les CD80 et cd86 peuvent être des cibles potentielles pour l’application de l’ARNi dans le traitement de l’asthme et constituent une nouvelle voie pour la thérapie génique de l’asthme.

Remerciements

Cette étude a été soutenue par une subvention de projets ouverts du State Key Laboratory of Respiratory Disease (Guangzhou, Chine) (subvention no. 2007DA80154F1107).

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